Risorse

R. Il tipo di tampone usato per l'analisi del DNA con elettroforesi su gel di agarosio dipende principalmente dalle dimensioni del frammento di DNA e dall’applicazione post-elettroforesi. Due tamponi comunemente usati per l’elettroforesi su gel di agarosio del DNA sono Tris-acetato con EDTA (TAE; 40 mM Tris-acetato, 1 mM EDTA) e Tris-borato con EDTA (TBE, 89 mM Tris-borato, 2 mM EDTA). Poiché il pH di questi tamponi è neutro, il gruppo fosfato del DNA ha una carica negativa e migra verso l’anodo.

TAE e TBE hanno proprietà diverse che rendono l’uno o l’altro più adatto a seconda dello scopo specifico. Per frammenti di DNA più grandi (> 10 kb) è da preferire il TAE. Per frammenti di DNA più piccoli (< 1 kb) in genere si preferisce il TBE in quanto ha una maggiore capacità di tamponamento e fornisce una risoluzione e quindi una nitidezza superiori rispetto al TAE. Il TAE è il tampone d’elezione anche quando il campione di DNA deve essere utilizzato in esperimenti di clonazione perché il borato del tampone TBE è un forte inibitore di molti enzimi.

R. Bioreagenti Fisher cod. cat. 10766834, agarosio per biologia molecolare, è particolarmente adatto alla separazione di routine di DNA e RNA nell’intervallo compreso tra 500 bp e 23 kb. Per la separazione di frammenti nell’intervallo compreso tra 100 e 2.000 bp si suggerisce l’uso di bioreagenti Fisher cod. cat. 10766834, aumentando la concentrazione di gel (> 2%) e impiegando il tampone TBE (non il TAE).

R. Il test della cometa, noto anche come elettroforesi su singola cellula, è un metodo semplice usato per misurare le rotture del filamento di DNA in cellule eucariotiche. Solitamente si deve usare un agarosio a basso punto di fusione. Suggeriamo bioreagenti Fisher cod. cat. 10377033 in quanto è un agarosio per biologia molecolare a basso punto di fusione ed è dunque l’ideale per la separazione e il recupero degli acidi nucleici.

R. Non si deve caricare più di 100 ng di DNA. Questo quantitativo fornisce un banda chiara e ben definita in seguito a colorazione con bromuro di etidio e osservazione alla luce ultravioletta. Se si carica troppo DNA si vede una macchia.

R. Bioreagenti Fisher cod. cat. 10205023, coloranti di caricamento per gel di agarosio 6X, sono una miscela unica di tre coloranti di tracciamento che rendono semplice e affidabile la stima della migrazione del campione:

• Colorante N.1: un colorante azzurro che migra a circa 4.000 paia di basi in agarosio all’1%
• Colorante N.2: un colorante indaco che migra a circa 600 paia di basi in agarosio all’1%
• Colorante N.3: un colorante magenta che migra a circa 10 paia di basi in agarosio all’1%

R. La tensione raccomandata è da 4 a 10 volt/cm (i centimetri sono determinati misurando la distanza interelettrodica, cioè quella tra anodo e catodo, non la lunghezza del gel) in normali condizioni elettroforetiche. Se la tensione è troppo bassa, la mobilità del DNA piccolo (< 1.000 bp) si riduce e si verifica un ampliamento della banda a causa della diffusione. Se la tensione è troppo alta, si riduce la risoluzione della banda, soprattutto a causa del surriscaldamento del gel.

R. Il ricircolo del tampone previene la formazione di gradiente di pH e la deplezione del tampone, è quindi consigliabile soprattutto durante un’elettroforesi prolungata. Inoltre, è importante quando si utilizzano gel TAE più grandi a causa della minore capacità di tamponamento del TAE.

R. Sono disponibili sacchetti per il destaining (decolorazione) di bromuro di etidio, Bioreagenti Fisher cod. cat. 12861680. Questi sacchetti rimuovono fino a 5 mg di bromuro di etidio, è sufficiente riempirli con la soluzione e lasciare agire una notte. Tuttavia, le norme sullo smaltimento possono variare, si consiglia pertanto di contattare il responsabile della sicurezza locale per le linee guida sullo smaltimento.

R. Non abbiamo informazioni riguardo la quantità di DNA in ciascun frammento distinto (banda) di bioreagente Fisher cod. cat. 10284633, ladder DNA in scala ridotta da 100 bp. Questo ladder DNA è pensato per essere uno standard di dimensionamento generale per i frammenti di DNA, quali gli ampliconi creati con la PCR*, separati su minigel di agarosio. Non sono indicati per essere usati come standard quantitativo. Per la quantificazione abbiamo tuttavia i ladder DNA exACTGene quali bioreagenti Fisher cod. cat. 10021463; questo ladder DNA a basso intervallo fornisce la quantità approssimativa di DNA in ciascuna banda.

R. La scelta della percentuale di acrilammide o la dimensione dei pori del gel dal utilizzare richiede attenzione. La tabella seguente fornisce informazioni dettagliate su quale percentuale di gel usare per separare proteine delle dimensioni indicate.

Percentuale acrilammide	Risoluzione separazione
5%	60 to 220kDa
7.5%	30 to 120kDa
10%	20 to 75kDa
12%	17 to 65kDaa
15%	15 to 45kDa
17.5%	12 to 30kDa

R. Nell’elettroforesi su gel proteico, i tipici tamponi di caricamento del campione sono disponibili sia nella formulazione riducente sia in quella non riducente. Il ditiotreitolo (DTT) è un comune agente riducente utilizzato nei tamponi di campioni proteici. La formulazione di bioreagenti Fisher cod. cat. 10376363, colorante di caricamento del gel proteico (2X), non contiene un agente riducente come il DTT.

R. Non è consigliabile autoclavare il bioreagente Fisher cod. cat. 10204733, 10 X PBS, in quanto il fosfato può precipitare. Per questo prodotto, filtriamo la soluzione tampone attraverso un filtro da 0,2 micron, in una bottiglia sterile da 1 litro, sotto una cappa sterile.

La formulazione del bioreagente Fisher cod. cat. 10649743 Tampone fosfato salino (PBS, Phosphate Buffered Saline), soluzione 10 X, è la seguente:

• Cloruro di sodio 1,37 M
• Cloruro di potassio 0,027 M
• Tampone fosfato 0,119 M

Il tampone fosfato ha due componenti: 0,101 M di sodio fosfato bibasico eptaidrato (CAS N. 7782-85-6) e 0,018 M di fosfato di potassio monobasico (CAS N. 7778-77-0).

R. Il western blot, o immunofissazione, si basa sulla separazione delle proteine in base alle loro dimensioni, utilizzando un gel. Tuttavia, la migrazione delle proteine attraverso la matrice di gel è influenzata anche da altri fattori, ed è questa la causa per cui le dimensioni della banda osservata possono essere diverse dal previsto. Cause comuni sono:

• Modificazione post-traduzionale; per esempio fosforilazione e glicosilazione aumentano le dimensioni della proteina
• Scissione post-traduzionale; molte proteine sono sintetizzate come proteine precursori e poi scisse per dare la forma attiva
• Multimeri, per esempio dimerizzazione di una proteina. Solitamente, ciò si previene in condizioni riducenti, anche se forti interazioni possono causare la comparsa di bande più alte
• Varianti dello splicing; in seguito a uno splicing differente possono aversi proteine di dimensioni diverse prodotte dallo stesso gene
• Carica relativa; la composizione degli amminoacidi (carichi vs. non carichi)

R. La colorazione con Coomassie è probabilmente una delle più note tecniche di colorazione delle proteine. Esistono due metodi di colorazione con Coomassie: il Coomassie “classico” e il più recente Coomassie colloidale.

• Il Coomassie classico consiste nel colorare tutto il gel, non solo le proteine. Il destaining del gel consente di visualizzare le proteine, in quanto il colorante viene trattenuto meglio dalle proteine che dal gel. La sua sensibilità (limite di rilevamento) è di circa 100 ng, il che rende difficile il rilevamento di proteine poco abbondanti. È semplice, economico e rapido e ha il vantaggio di essere compatibile con la spettrometria di massa. Tuttavia, con questo colorante c’è il problema della riproducibilità, dovuto alla difficoltà di standardizzare la fase di destaining.
• Il Coomassie colloidale è un’alternativa al colorante classico e utilizza un Coomassie modificato (G-250 anziché R-250). Ha una maggiore sensibilità rispetto al Coomassie, con un limite di rilevamento di circa 10 ng. È semplice da eseguire e, poiché il colorante colloidale non penetra nel gel, il destaining non è più necessario (può comunque essere eseguito per migliorare lo sfondo). Anche il Coomassie colloidale è compatibile con la spettrometria di massa.

Oltre alla colorazione con Coomassie, un altro metodo popolare per la visualizzazione delle proteine è la colorazione argentica il cui principale vantaggio è l’elevata sensibilità; è infatti possibile rilevare meno di 1 ng di proteina; di conseguenza, è la colorazione d’elezione per il rilevamento di proteine poco abbondanti. Di contro, la colorazione argentica è laboriosa e richiede molto tempo. Per consentire la visualizzazione delle proteine, il gel deve svilupparsi dopo la colorazione; inoltre, i tempi necessari per lo sviluppo possono variare considerevolmente in base al gel, di conseguenza la riproducibilità è molto difficoltosa. Infine, la colorazione argentica richiede l’uso di formaldeide per fissare il gel e pertanto è incompatibile con la spettrometria di massa.

R. Sì: è possibile colorare con blu di Coomassie classico o colloidale prima del western blot, anche se potrebbe verificarsi una riduzione del trasferimento e, di conseguenza, una minore efficienza dell’indagine. Tuttavia, è importante sottolineare che solitamente si raccomanda di provare questa tecnica solo se si utilizza il colorante colloidale. Per garantire un trasferimento ottimale, decolorare il gel e quindi equilibrare in una serie di soluzioni Tris base/glicina/SDS per aumentare la solubilità. Quando il trasferimento è completo, la membrana deve essere trattata con metanolo per rimuovere il colorante prima dello sviluppo cromogenico (non necessario prima di rilevazione con chemiluminescenza).

R. Ecco alcune possibilità per ottenere un trasferimento più efficace per le proteine più grandi:

1. Pre-equilibrare il gel con 0,02-0,04% di SDS nel tampone di trasferimento 2X senza metanolo per 10 minuti prima di assemblare il sandwich
2. Aumentare il tempo di blotting in maniera incrementale (intervalli di 15 minuti)
3. Aggiungere 0,01 o 0,02% di SDS al tampone di trasferimento per favorire la migrazione della proteina all’esterno del gel.
4. Ridurre il contenuto di metanolo nel tampone di trasferimento
5. Passare a un più adeguato gel a percentuale minore. Un gel a percentuale minore può consentire un trasferimento migliore rispetto a un gel a percentuale maggiore

R. Ci sono due fattori da considerare: trasferimento scadente e passaggio del ladder attraverso la membrana durante il trasferimento. Per quanto riguarda il trasferimento scadente sulla membrana, considerare quanto segue:

• La percentuale di acrilammide deve essere all’8% per ottenere un trasferimento rapido e più completo di proteine ad alto peso molecolare.
• Aumentare la tensione, la corrente o il tempo di trasferimento.
• Per il trasferimento su PVDF, omettere l’SDS dal tampone di trasferimento. L’aggiunta di SDS (o l’impiego di un vecchio tampone che potrebbe contenere SDS filtrato dal gel) inibisce l’interazione idrofobica tra membrana e proteina e, di conseguenza, le proteine si legano in maniera meno efficace alle membrane in PVDF
• Se il problema è la colorazione della proteina nel gel, prendere in considerazione una delle seguenti azioni:
  • Aumentare le concentrazioni di SDS allo 0,1% (ma usare nitrocellulosa)
  • Eliminare il metanolo nel tampone
  • Ridurre la percentuale di acrilammide
  • Aumentare la durata del trasferimento

Se il ladder passa attraverso la membrana durante il trasferimento:
• Ridurre la tensione o il trasferimento
• Controllare la concentrazione di SDS e metanolo. Un eccesso di SDS potrebbe impedire il legame alla membrana. L’alcol aumenta il legame idrofobico alla membrana; una quantità insufficiente di alcol può impedire il legame
• Utilizzare nitrocellulosa con pori da 0,2µm
• Controllare la percentuale di gel; le proteine attraverseranno più facilmente la membrana

R. Il più comunemente usato è il tampone RIPA con SDS. La formulazione consueta è: 150 mM NaCl, 10 mM Tris, pH 7,2, 0,1% SDS, 1,0% Triton X-100, 1% desossicolato, 5 mM EDTA Inibitori della proteasi: 1 mM fenilmetilsolfonil fluoruro, 10 mM benzamidina, 2 μg/ml leupeptina Inibitori della fosfatasi: 100 μM ortovanadato di sodio, 10 mM p-nitrofenilfosfato

Procedura:
1. Posizionare le cellule sul ghiaccio
2. Lavare le cellule in PBS ghiacciato per rimuovere il terreno.
3. Aggiungere 1 ml di tampone RIPA a una piastra da 100 mm. Scalare verso l’alto o verso il basso, secondo necessità
4. Prelevare le cellule dal tampone RIPA e trasferirle nella provetta da centrifuga piccola
5. Lasciare sul ghiaccio per 10 minuti, agitando con vortex di tanto in tanto per disciogliere il materiale. Per favorire la solubilizzazione, i lisati possono essere anche fatti passare attraverso un ago calibro 22.
6. Centrifugare a 17.000 giri/minuto per 10 minuti
7. Rimuovere il surnatante per i test proteici e smaltire il pellet

NOTA: per gli esperimenti in cui non è auspicabile denaturare completamente le proteine con il rischio di rompere le interazioni proteiche, il tampone RIPA può essere sostituito con un tampone di solubilizzazione non denaturante NP-40. Formula: 150 mM NaCl 20 mM Tris, pH 7,5, 1% NP 40 o 1% Triton-X-100 e 5mM EDTA. Se si utilizza questo tampone non denaturante, i lisati devono essere omogeneizzati o passati molte volte attraverso un ago per garantire un’adeguata solubilizzazione.

R. Bisogna ottimizzare la concentrazione di anticorpi primari e secondari. In alcuni casi, l’aumento della concentrazione degli agenti bloccanti (BSA o latte non grasso in polvere) riduce i segnali di background. Dopo l’incubazione con l’anticorpo principale, lavare almeno due volte con TBST (aggiungere 0,5 M NaCl in una o più fasi di lavaggio). Evitare Nonidet™ P40 o Triton™ X-100 nei tamponi in quanto questi detergenti riducono il rilevamento delle proteine.

R. Sì: cod. cat. 12737119 (sieroalbumina bovina o BSA, frazione V, sottoposta a shock termico) può essere utilizzata in molte applicazioni di biologia molecolare, compresi western blot (come agente bloccante) ed ELISA e come stabilizzante nelle reazioni enzimatiche. Un altro prodotto più nuovo che si può prendere in considerazione è cod. cat. 12871630 (BSA, sottoposta a shock termico e priva di proteasi). Questo prodotto è ampiamente utilizzato in RIA ed ELISA e come agente bloccante.

R. Per quanto riguarda la conservazione, dopo il trasferimento, asciugare all’aria il blot e riporlo tra due fogli puliti di carta da filtro. Mettere il sandwich composto da blot e carta da filtro tra due fogli di cartoncino, per mantenerlo piatto, e collocarlo in un sacchetto di plastica sigillabile. Il blot può essere conservato a 4 °C per un massimo di due settimane, a -20 °C per un massimo di due mesi o a -80 °C senza scadenza. Quando si è pronti per ripetere l’esame, pre-bagnare il blot in alcol per pochi secondi e risciacquare con acqua pura per ridurre la concentrazione di alcol.

Per lo strippaggio del blot:
In una cappa aspirante, immergere il blot nel tampone di strippaggio (100 mM ß-mercaptoetanolo, 2% SDS, 62,5 mM Tris-HCl, pH 6,7) e incubare a 50 °C per 30 minuti, agitando di tanto in tanto
• Lavare 2 volte x 10 minuti in TBS-T/PBS-T a temperatura ambiente
• Bloccare la membrana immergendola in un agente bloccante TBS-T o PBS-T al 5%, per un’ora, a temperatura ambiente
• Proseguire con il successivo giro di immunorilevazione

Spesso, non c’è bisogno di metodi così aggressivi per rimuovere gli anticorpi dalle proteine. Un metodo alternativo e più delicato per lo strippaggio del blot si ottiene riducendo il pH del tampone di strippaggio.
• Immergere il blot nel tampone di strippaggio (1% SDS, 25 mM glicina-HCl, pH 2,0) e incubare a 50 °C per 30 minuti, agitando di tanto in tanto
• Lavare 2 volte x 10 minuti in TBS-T/PBS-T a temperatura ambiente
• Bloccare la membrana immergendola in un agente bloccante TBS-T o PBS-T al 5%, per un’ora, a temperatura ambiente
• Proseguire con il successivo giro di immunorilevazione

R. Potenza (W) = Tensione (V) x Corrente (A)
Resistenza (Ω) = Tensione (V) / Corrente (A)

R. La resistenza di un’unità di elettroforesi dipende da dimensioni, spessore del gel, quantità di tampone, temperatura e conduttività del tampone. Tale resistenza, solitamente, scemerà nel tempo a causa di un lento aumento della temperatura. Le unità di elettroforesi che hanno una resistenza inferiore rispetto a quella minima di un’alimentazione scatenano un allarme. Leggere la tensione e la corrente in uscita durante una corsa per misurare la resistenza e usare la formula di sopra per calcolare il valore.

R. I parametri programmati non sono simili a quelli descritti, oppure la resistenza dell’unità di elettroforesi è diversa (vedi sopra). Non può essere dovuto, per esempio, a un altro modello di alimentazione elettrica in quanto il rapporto tra tensione, corrente, potenza e resistenza è monitorato allo stesso modo da qualsiasi strumento.

R. Se le prese sono parallele, ciascuna unità di elettroforesi verrà fornita con esattamente la stessa tensione. Tuttavia, la corrente e la potenza potrebbero differire a causa delle differenze che ci sono tra di loro anche quando si utilizzano esattamente lo stesso modello, lo stesso gel, gli stessi tamponi, ecc. Si consiglia pertanto di elaborare più unità di elettroforesi solo in modalità di tensione costante, usando la stessa fonte di alimentazione.

R. L’elettroforesi ad alta tensione produce calore. Inoltre, i tamponi a elevata conduttività quali TAE generano più calore rispetto a quelli a bassa conduttività. Nell’elettroforesi su gel di agarosio occorre fare attenzione alle tensioni superiori a 175 V, in quanto la formazione di calore può causare artefatti quali fronti di migrazione a forma di S e, nelle corse elettroforetiche ampie, può persino fondere il gel di agarosio. Con l’elettroforesi ad alta tensione si dovrebbe evitare l’uso di gel di agarosio a basso punto di fusione.

R. Diversi elettrodi potrebbero essere adatti, l’importate è che siano a “doppia giunzione”. Fare riferimento alla guida alla scelta dell’elettrodo pH a pagina 26 per ulteriori suggerimenti.

R. Non tutti gli elettrodi sono adatti a tutti i tipi di campioni. Fare riferimento alla guida alla scelta dell’elettrodo pH a pagina 26 o, per ulteriori suggerimenti, contattare l’assistenza ai prodotti di Fisher Scientific.

R. Gli elettrodi standard utilizzano ioni di argento nel proprio sistema di riferimento. Proteine, tamponi Tris e i campioni biologici in generale reagiscono con gli ioni di argento; tale reazione può accorciare la durata dell’elettrodo.

R. Bisogna utilizzare sempre soluzioni tampone fresche, preferibilmente certificate in base a uno standard noto. Inoltre, occorre considerare l’età dell’elettrodo. Gli elettrodi hanno una durata utile da circa sei mesi a un anno e devono essere trattati come materiali da consumo.

R. Per garantire letture precise e affidabili, raccomandiamo sempre la calibrazione in tre tamponi di pH, solitamente pH 4, 7 e 10. Tuttavia, a seconda della precisione di cui si ha effettivamente bisogno, la calibrazione può essere fatta usando due pH (per esempio 4 e 7, o 7 e 10), oppure aumentando a cinque, con i misuratori accumet Fisherbrand. Le cose importanti da ricordare nella scelta dei tamponi di pH sono: accertarsi che comprendano il tipico intervallo di pH in cui si prevede ricadano i propri campioni e non calibrare mai a più di 3 unità di pH, per esempio se si calibra a 4 e a 10 il risultato non sarà buono. In ogni caso, calibrare sempre a pH 7.

R. Il misuratore deve essere calibrato regolarmente usando tamponi freschi. Se li si utilizza giornalmente/settimanalmente, l’operazione deve avvenire prima di ciascun utilizzo. Se il misuratore è utilizzato costantemente, per tutto il giorno, bisognerebbe calibrarlo a metà giornata, quotidianamente, nel contesto della normale routine di calibratura.

R. Il valore del pH di un campione varia con la temperatura; di conseguenza, per letture precise è sempre meglio misurare anche la temperatura. Se si misura a una temperatura diversa rispetto a quella di calibratura, può essere consigliabile considerare l’uso di una sonda “ATC” (compensazione automatica della temperatura) o un elettrodo che ne abbia una integrata. I pHmetri moderni regolano il valore di pendenza dell’elettrodo man mano che la temperatura cambia, garantendo quindi letture sempre precise.

R. Solitamente non è un problema. La stragrande maggioranza di produttori utilizza attualmente collegamenti “BNC” tra elettrodo e misuratore per elettrodi pH standard. Tuttavia, può costituire un problema quando si usa una sonda ATC, in quanto questi connettori non sono standardizzati e sono specifici per produttore.

R. Il più regolarmente possibile. Pulizia e manutenzione aiutano a prolungare la durata dell’elettrodo. Attenzione a non lasciare elettrodi immersi in soluzioni detergenti aggressive una volta puliti, in quanto si potrebbe danneggiare l’elettrodo. Punti principali da ricordare:

• Non riutilizzare mai i tamponi
• Non lucidare mai il bulbo
• Non conservare mai l’elettrodo asciutto o in acqua deionizzata
• Non agitare mai il campione o i tamponi con l'elettrodo
• Non coprire mai il foro di riempimento di riferimento durante la misurazione
• Sostituire regolarmente la soluzione di riempimento di riferimento

D. Sì: è possibile. La cosa importante è la costante della cella di conduttività (nota anche come valore “K”). Per campioni di acqua pura c’è bisogno di una costante di cella di 0,1. Ogni costante di cella ha un intervallo di rilevamento limitato, occorre dunque fare attenzione a sceglierne uno che racchiuda la conduttività prevista del proprio campione. Per esempi di tipi di campione, valori approssimativi di conduttività e costanti della cella adatte, si veda di seguito:

R. Al momento non esiste una connessione standard per misuratori e celle di conduttività e ogni produttore usa un sistema diverso. È quindi raccomandato attenersi alle celle di conduttività dello stesso produttore del misuratore.

R. La temperatura può avere un effetto sostanziale sulla conduttività. L’aumento della temperatura, ovviamente, influenza le proprietà chimiche delle soluzioni acquose, il che, a loro volta, contribuiscono alla conduttività della soluzione. Tipicamente, la conduttività varia dal 1 al 3% per grado centigrado.

R. Le celle di conduttività richiedono una conservazione minima rispetto agli altri tipi di elettrodi e possono essere conservate in acqua deionizzata tra una misurazione e l’altra. Per la conservazione notturna, è sufficiente risciacquarle con acqua deionizzata e conservarle asciutte.

R. Bisogna farlo regolarmente, se possibile prima di ogni utilizzo, preferibilmente nel contesto della routine quotidiana di calibratura.

R. In metrologia, la tracciabilità, in riferimento a una misura, può essere rapportabile a un’autorità nazionale quale il NIST (National Institute of Standards and Technology), un’agenzia governativa degli Stati Uniti all’interno del Dipartimento del commercio. In particolare, esistono una correlazione valida nota a standard nazionali e internazionali riconosciuti e una catena ininterrotta di riferimenti interamente documentati all’autorità di misurazione. Il certificato di calibrazione ISO 17025 fornito come standard con le unità è riconosciuto in tutti i paesi europei.

A. Tutte le unità Traceable™ sono calibrate e certificate singolarmente e hanno un numero di serie individuale. Un certificato di calibrazione Traceable™ con numero di serie individuale garantisce che un revisore indipendente abbia verificato i metodi, le procedure, i test, la tecnica e le pratiche di gestione della documentazione del laboratorio che ha testato la calibratura. La A2LA (American Association for Laboratory Accreditation) è ampiamente riconosciuta a livello internazionale attraverso accordi bilaterali e multilaterali e attraverso la propria partecipazione a ILAC (International Laboratory Accreditation) e MRA (Multilateral Recognition Agreement). Non è necessario che le unità siano calibrate localmente prima dell’uso perché tutti gli enti governativi europei accettano e riconoscono completamente il certificato di calibrazione Traceable™.

R. Le unità sono calibrate per due anni dalla data di produzione. In generale, dopo la spedizione e lo stoccaggio delle unità, consigliamo di aspettare almeno un anno.

R. L’accuratezza indica il grado di precisione dello strumento rispetto a una temperatura nota. Poiché è molto improbabile che uno strumento ottenga una misurazione esattamente precisa, di solito gli viene attribuito il riferimento a una tolleranza che indica qual è il suo valore di accuratezza intrinseco. Per esempio, se uno strumento ha un accuratezza di ±1 °C, il display dell’unità potrà mostrare una temperatura fino a 1 °C più alta o più bassa rispetto a quella effettiva e sarà comunque ancora entro la tolleranza e la precisione dichiarate per l’unità.

R. La risoluzione di uno strumento è il valore più piccolo visualizzato sul display. Quindi, se uno strumento ha una risoluzione di 0,1 °C vuol dire che nella lettura si apprezzeranno variazioni di 0,1 °C (es. 8,6 °C), mentre uno strumento con una risoluzione di 1 °C leggerà variazioni minime di 1 °C (9 °C).

R. Nessuno prodotto Fisherbrand Traceable™ ha bisogno di essere ricalibrato e ricertificato dopo la sostituzione della batteria. Tali unità sono riconducibili agli standard NIST e al certificato di calibrazione ISO 17025, fornito con le unità e riconosciuto in tutti i paesi europei.

R. Sì: i cucchiai di ricambio sono disponibili; Fisher Scientific cod. cat. 15388764 è il cucchiaio di ricambio standard da 30 ml. È disponibile anche un cucchiaio di ricambio più grande, da 40 ml: Fisher Scientific cod. cat. 15398764.

R. Min/Max sono le letture delle temperature al range più basso (minimo) raggiunto e al range più alto (massimo) dall’ultima volta che è stata cancellata la memoria; la funzione Min/Max NON è impostabile. Su molte unità è possibile programmare allarmi HI (alto) e LO (basso) in modo che se la temperatura di ciò che si sta misurando supera i valori preimpostati, l’unità emette un allarme. Molti termometri hanno anche la funzione di lettura IN/OUT. Le temperature IN e OUT si riferiscono a sensori diversi; IN si riferisce al sensore interno all’unità, mentre OUT si riferisce alla sonda esterna.

R. Le sonde per flaconi sono utili all’interno di frigoriferi laddove è probabile che gli sportelli vengano aperti regolarmente. La sonda sigillata all'interno del flacone fornisce un’indicazione della temperatura del prodotto all’interno del frigorifero stesso e non quella dell’aria, che viene influenzata molto rapidamente dall’apertura dello sportello. La sonda per vaccini sfrutta un concetto analogo, ma ha dimensioni simili a quelle della maggior parte dei flaconi per vaccini. Questo aiuta a dare una determinazione accurata della temperatura del vaccino da conservare.

R. Le sonde all'interno dei flaconi sono riempite con una soluzione di glicole non tossica, generalmente riconosciuta come sicura dalla FDA statunitense.

R. I vari prodotti ‘Ultra’ della gamma Traceable™ sono calibrati con un’accuratezza di 0,4 °C ai punti di calibrazione testati. Sono disponibili anche unità ‘extreme accuracy’, cioè con un’accuratezza estremamente elevata. Sono calibrati con un’accuratezza di ±0,05 entro 2 °C dei valori testati. Sono disponibili per i valori comunemente testati: 0 °C, 25 °C e 37 °C. Inoltre, i termometri in platino ad alta precisione hanno un’accuratezza di ±0,1 °C per tutto l’intervallo di misurazione della temperatura.

R. Letture errate, display debole nessun display sono tutti segnali che indicano la necessità di sostituire le batterie. Nella maggior parte dei casi, è sufficiente sostituire la batteria per consentire all’unità di funzionare normalmente.

R. Quando si confrontano due termometri, occorre addizionare le tolleranze delle due unità per individuare la varianza totale che si può riscontrare tra di loro e che rientra dunque ancora nelle specifiche. Per esempio, quando si confrontano due unità uguali, con un’accuratezza di ±0,1 °C, queste possono visualizzare temperature che presentano una differenza fino a 2 °C. Quando si confrontano le temperature di termometri diversi è importante che i tipi di sonda oggetto della comparazione siano equivalenti.

R. Quasi tutte le fiale Fisherbrand sono fatte in vetro di prima classe idrolitica. Si tratta di un vetro molto duro, con un basso coefficiente di espansione anche in caso di elevate variazioni di temperatura; mostra un’eccellente resistenza chimica alle soluzioni acide e neutre e anche a quelle alcaline, grazie al contenuto relativamente basso di alcali.

R. Tutte le fiale Fisherbrand che portano un’etichetta CleanPack sulla parte anteriore della scatola in polipropilene sono state confezionate in una camera bianca certificata dopo essere state passate nel forno di ricottura a circa 600 °C. L’etichetta CleanPack sulla scatola è garanzia di fiale pulite e incontaminate, per un’analisi corretta. Inoltre, sono a prova di manomissione grazie all’involucro termoretraibile della parte inferiore della scatola in polipropilene; infine, la copertura consente la richiusura in qualsiasi momento durante il consumo al fine di evitare qualsiasi successiva contaminazione delle fiale durante l’uso.

R. Le fiale sottoposte a sililazione sono usate per ridurre l’assorbimento di composti polari sulla normale superficie polare del contenitore di vetro. Alcuni composti quali amminoacidi, proteine e fenoli tendono a reagire con i gruppi OH del vetro, anche se, come accade comunemente nella cromatografia, si utilizza vetro di prima classe idrolitica. Attraverso il processo di sililazione, la superficie del vetro viene disattivata, prevenendo così eventuali reazioni con composti polari.

R. Il tipo corretto di setto dipende dall’applicazione. La maggior parte dei setti presenta un lato laminato con PTFE, che ha un’elevata resistenza chimica e forma una barriera inerte tra il campione e il materiale portante dei setti. I materiali portanti hanno diverse proprietà fisiche e chimiche, quali resistenza alle temperature, proprietà risigillanti, pulizia, durezza, spessore, ecc. Per un aiuto nell’individuazione dei setti più appropriati per il proprio intervallo di temperatura e le proprie applicazioni, fare riferimento alla guida a pagina 13 della presente brochure.

R. Consultare la tabella 4: Compatibilità chimica dei materiali di fiale e dispositivi di chiusura, a pagg. 16 e 17 di questa brochure. La tabella è puramente indicativa. Molti fattori influenzano la resistenza chimica di fiale e dispositivi di chiusura; è dunque responsabilità dell’operatore effettuare un test alle proprie condizioni, per verificare che il prodotto utilizzato sia perfettamente compatibile.

R. Nella maggior parte dei casi, la prova di durezza della plastica viene effettuata con il durometro Shore; questo metodo ne misura la resistenza effettuando una penetrazione e fornisce un valore di durezza empirica. La durezza Shore può essere misurata usando la scala ‘A’ o la ‘D’. È il metodo d’elezione per gomma/elastomeri ed è, inoltre, comunemente usato per le plastiche ‘più morbide’ quali poliolefine, fluoropolimeri e vinile. La scala Shore A è usata per gomme ‘più morbide’, mentre la scala ‘D’ è utilizzata per quelle ‘più dure’. La maggior parte dei valori di durezza dei setti rientra nella Shore A, ma ci sono eccezioni che riguardano la durezza di alcuni PTFE e PE, che viene misurata usando la Shore D. I risultati ottenuti da questo test sono un’utile misura della resistenza alla perforazione di vari gradi di polimeri. In questo modo si ottiene un’indicazione sul tipo di ago in grado di penetrare il sigillo e sull’eventuale possibilità di usare un ago più sottile.

R. Le certificazioni diventano sempre più importanti per rendere i processi più riproducibili ed evitare le possibili fonti di errore sin dall’inizio. Massima qualità, coerenza e controllo della qualità sono sempre stati molto importanti e sono evidenziati in tre certificazioni: ‘Specifica certificata’, ‘Kit HPLC e GC certificati’ e ‘Kit LC/MS e GC/MS certificati’. Per maggiori informazioni consultare la pagina 15 di questa brochure.

R. Al momento il mercato offre, in generale, tre diversi sistemi di chiusura per sigillare la fiala di un autocampionatore:

• Tappo a ghiera con diametro da 8, 11, 13, 20 mm
• Tappo a vite; 8-425, vite corta 9 mm, 10-425, 13-425, 15-425, 18 mm, 24-400, 24-414
• Tappo a scatto: 8 mm, 11 mm, 13 mm

Dal punto di vista del tasso di evaporazione, un tappo a ghiera fornisce la maggiore tenuta, segue il tappo a vite e poi quello a scatto. Tuttavia, dal punto di vista della maneggevolezza, i tappi a vite e a scatto sono più convenienti, in quanto non è necessario usare una crimpatrice né una pinza decapsulatrice. Se si desidera una pratica manipolazione, unitamente all’elevata integrità del campione e alla riproducibilità di una fiala con tappo a ghiera, la fiala con filettatura per avvitamento e anello di arresto è la migliore alternativa. La fiala con filettatura per avvitamento non solo offre il minor tasso di evaporazione, ma elimina l’inclinazione del tappo e riduce le interruzioni dell’autocampionatore dovute a una cattiva manutenzione delle fiale.

I sistemi di trasporto magnetici di fiale degli autocampionatori di ultima generazione richiedono dispositivi di chiusura magnetizzabili, una tipologia disponibile per chiusure con ghiera e filettatura per avvitamento.

R. Il riutilizzo o il lavaggio delle fiale è un rischio per l’integrità del campione perché la superficie delle fiale si modifica durante il lavaggio (il grado di assorbimento di composti critici aumenta) e la rimozione completa degli analiti non può essere garantita al 100%; di conseguenza possono verificarsi contaminazione crociate e/o picchi fantasma. Per i cromatografi che richiedono l’assoluta integrità del campione si consiglia di utilizzare sempre fiale e setti nuovi per ogni analisi.

R. Il vetro borosilicato riduce il potenziale di contaminazione da metalli addotti, garantendo cromatogrammi affidabili anche dopo che il prodotto è stato utilizzato per un certo periodo di tempo.

R. I prodotti LC-MS Optima™ (solventi, miscele, additivi e reagenti) sono stati appositamente sviluppati per consentire agli strumenti più sensibili di funzionare al massimo delle loro prestazioni. L’uniformità delle linee di base e del background è garantita da un test del gradiente LC con rilevatore PDA. Il test garantisce, inoltre, l’assenza di impurità negli ioni positivi e negativi. Poiché la presenza di anioni e analiti metallici complica gli spettri, il nostro processo di produzione è stato sviluppato per garantire che le impurità siano minime. Per ulteriori applicazioni analitiche di routine viene offerto un prodotto di tipo LC-MS ‘standard’.

R. Fisher Scientific cod. cat. 10596814 è confezionato in flaconi in HDPE per motivi di sicurezza. L’uso di flaconi in HDPE evita i pericoli dovuti all’accumulo di pressione dal monossido di carbonio, che è un prodotto naturale della decomposizione dell'acido formico. I clienti non dovrebbero preoccuparsi di possibili contaminazioni da parte dei plastificanti poiché viene applicato un trattamento al flacone in HDPE per creare una barriera tra le superfici del flacone e l'acido formico, prevenendo così la contaminazione. È buona pratica di laboratorio conservare questo prodotto a 4 °C per rallentare il processo di decomposizione naturale.

L’acido formico di grado LC-MS Optima™ è disponibile anche confezionato in ampolle di vetro (borosilicato) da 0,5 ml, 1 ml e 2 ml, Fisher Scientific cod. cat. 10780320, 10473038 e 10063427, rispettivamente. Nota: le ampolle sono pre-segnate per poter essere aperte facilmente.

R. Il vetro borosilicato riduce il potenziale di contaminazione da addotti metallici, garantendo cromatogrammi affidabili anche dopo che il prodotto è stato utilizzato per un certo periodo di tempo.

R. I prodotti LC-MS Optima™ (solventi, miscele, additivi e reagenti) sono stati appositamente sviluppati per consentire agli strumenti più sensibili di funzionare al massimo delle loro prestazioni. L’uniformità delle linee di base e del background è garantita da un test del gradiente LC con rilevatore PDA. Il test garantisce, inoltre, l’assenza di impurità negli ioni positivi e negativi. Poiché la presenza di anioni e analiti metallici complica gli spettri, il nostro processo di produzione è stato sviluppato per garantire che le impurità siano minime. Per ulteriori applicazioni analitiche di routine viene offerto un prodotto di tipo LC-MS ‘standard’.

R. Le diverse esigenze dei cromatografi ci hanno portato a cercare modi per migliorare i nostri processi di purificazione e sviluppare una serie di solventi e tamponi che soddisfano le esigenze di strumentazione specifica. I tipi di solventi Fisher Chemical sono sviluppati e testati per ottimizzare le prestazioni cromatografiche attraverso la scelta del grado, per adattarsi allo strumento e al tipo di rivelatore.

Applicazione per cromatografia	Tipo di strumento e rivelatore	Tipo di solvente Fisher Chemical
UHPLC-MS	UHPLC con rilevatore di massa	Optima UHPLC-MS
High HPLC-MS	LC e UHPLC con rilevatore di massa	Optima LC/MS
HPLC-MS	LC con rilevatore di massa	LC-MS Grade
UHPLC	UHPLC con rilevatore UV	UHPLC Gradient Grade
High HPLC Gradient Analysis	Gradiente LC con rilevatore UV	HPLC Advanced grade
HPLC Gradient Analysis	Gradiente LC con rilevatore UV	HPLC Gradient Grade
HPLC (isocratic)	LC con rilevatore UV	HPLC Grade

Inoltre, a supporto di altre tecniche di cromatografia, offriamo anche una gamma di solventi speciali, tutti specifici e testati secondo necessità, per HPLC:

• Advanced Gradient Grade caratterizzato da una deriva della linea di base molto limitata per lo sviluppo del metodo
• HPLC grade per il rilevamento elettrochimico
• HPLC grade per il rilevamento a fluorescenza
• GPC grade (Gel Permeation Chromatography, cromatografia a permeazione di gel)

R. Fisher Scientific cod. cat. 10596814 è confezionato in flaconi in HDPE per motivi di sicurezza. L’uso di flaconi in HDPE evita i pericoli dovuti all’accumulo di pressione dal monossido di carbonio, che è un prodotto naturale della decomposizione dell'acido formico. I clienti non dovrebbero preoccuparsi di possibili contaminazioni da parte dei plastificanti poiché viene applicato un trattamento al flacone in HDPE per creare una barriera tra le superfici del flacone e l'acido formico, prevenendo così la contaminazione. È buona pratica di laboratorio conservare questo prodotto a 4 °C per rallentare il processo di decomposizione naturale.

L’acido formico di grado LC-MS Optima™ è disponibile anche confezionato in ampolle di vetro (borosilicato) da 0,5 ml, 1 ml e 2 ml, Fisher Scientific cod. cat. 10780320, 10473038 e 10063427, rispettivamente. Nota: le ampolle sono pre-segnate per poter essere aperte facilmente.

R. No: la conservazione temporanea a temperatura ambiente non influisce sul reagente. Tuttavia, per periodi di conservazione più lunghi, si raccomanda di tenere il prodotto al freddo, a 4 °C, per mantenerne più a lungo l’integrità.

R. La differenza principale tra vetro borosilicato e vetro sodocalcico è la sostituzione dell’ossido borico con calce e soda nel processo di produzione. Il vetro borosilicato ha una maggiore resistenza al calore e non si espande come quello sodocalcico, di conseguenza è in grado di sopportare temperature estremamente calde e fredde; grazie a queste caratteristiche è molto utilizzato per la produzione di articoli in vetro per laboratorio.

R. In genere, si ritiene che la vetreria possa essere trattata tranquillamente in autoclave. Durante l’autoclavaggio di contenitori in vetro, verificare che i tappi siano stati allentati. Il trattamento in autoclave con tappi serrati può provocare differenze di pressione, con conseguenti rotture. Non autoclavare prodotti in vetro scheggiati, fessurati, graffiati o rigati. Tali difetti riducono la resistenza termica, rendendo più facile la rottura della vetreria.

R. I matracci e i becher di Erlenmeyer hanno un segno che fornisce un'indicazione approssimativa del volume; tale indicazione lascia tuttavia un dubbio del +/- 5% sulla linea di volume effettiva. Esistono solo cinque dispositivi di misurazione volumetrica riconosciuti idonei per un lavoro analitico preciso e accurato. Si tratta di matracci volumetrici, cilindri di misurazione, burette e pipette volumetriche e sono classificati nei due diversi gradi, Classe A e Classe B.

R. Gli articoli in vetro volumetrico per laboratorio, quali matracci volumetrici, cilindri di misurazione, burette e pipette volumetriche sono prodotti e calibrati in conformità allo standard ASTM (American Society for Testing and Materials), che è antecedente ad altri organismi di standardizzazione quali BSI e DIN. Sono disponibili in due gradi diversi, Classe A o Classe B. Gli standard ASTM definiscono le tolleranze entro cui le marcature sono poste sul vetro. La Classe A è la più accurata perché ha tolleranze minori; la Classe B, in generale, ha un intervallo di accettabilità due volte superiore rispetto alla Classe A.

R. Le pipette volumetriche in vetro Fisherbrand sono di classe AS, che ha recentemente sostituito la Classe A. La classe AS è lo standard per l’Europa e condivide gli stessi elevati livelli di accuratezza e tolleranza degli standard ISO e DIN della classe A. Inoltre, le pipette sierologiche di classe AS hanno una velocità di erogazione più rapida rispetto alle pipette di classe A (la S, infatti, indica la parola tedesca ‘schnell’, che vuol dire ‘veloce’). A seguito dell'aumento della velocità di erogazione, è necessario osservare un tempo di attesa di cinque secondi durante il riempimento o l’erogazione del volume richiesto. Ciò garantisce che il menisco sia stabile e mantenga l’accuratezza.

R. Gli ultrasuoni rappresentano un buon metodo per una pulizia accurata del vetro. Le pulitrici a ultrasuoni che sfruttano il riscaldamento sono le migliori. In generale, l’uso di pulitrici a ultrasuoni con detergenti delicati consente di eliminare la maggior parte dei residui dal vetro. Quando si utilizza un’ attrezzature per la pulizia di articoli in vetro verificare che questi siano fissi e porre molta attenzione durante le operazioni di carico e scarico dell’apparecchiatura perché è durante queste fasi che si verificano spesso scheggiature e rotture.

R. Il vetro ambrato è usato dai laboratori per la protezione di sostanze chimiche e materiali sensibili agli UV. Il vetro ambrato blocca tutti i raggi UV da 350 a 200 nm. Viene inoltre bloccata la gamma UVC, compresa tra 200 e 280 nm, utilizzata per uccidere i micro-organismi. Tuttavia, non tutti i raggi UV sono bloccati dal vetro ambrato.

R. I contenitori in vetro non hanno data di scadenza e non ci sono limiti alla loro durata. Tuttavia, è importante controllare regolarmente la vetreria per verificare l’eventuale presenza di segni di danneggiamento che potrebbero comprometterne sicurezza e accuratezza. In caso di evidenti segni di danneggiamento, gli articoli in vetro devono essere smaltiti e sostituiti.

R. In genere, il vetro resiste fino a 500 °C. Tuttavia, quando la temperatura supera i 150 °C occorre fare particolare attenzione agli sbalzi di temperatura, che devono essere evitati; il passaggio tra caldo e freddo deve cioè avvenire in maniera lenta e costante. Se si utilizza una piastra riscaldante, verificare che il piano superiore sia più ampio rispetto alla base del recipiente che si deve riscaldare. Inoltre, non mettere mai vetreria fredda su una piastra già molto calda. Riscaldare gradualmente da temperatura ambiente. Se si utilizza un bruciatore Bunsen, regolarlo per ottenere una fiamma tenue, che riscalderà il vetro lentamente e in maniera più uniforme. Inoltre, usare una rete metallica con centro in ceramica per diffondere la fiamma.

R. Non ci sono linee guida precise che indicano quando è necessario ricalibrare la vetreria perché dipende da come viene pulita, maneggiata e conservata. Normalmente, il vetro volumetrico deve essere ricalibrato solo dopo un uso prolungato o intenso che potrebbe aver intaccato la sua originale accuratezza. Per esempio, la ricalibrazione deve essere considerata se:

• L’articolo è fatto di vetro sodico ed è in uso da oltre cinque anni
• L’articolo è fatto di vetro borosilicato ed è in uso da oltre dieci anni
• L’articolo in vetro è stato sottoposto a temperature superiori a 150 °C
• L’articolo in vetro viene usato di frequente con basi o acidi forti
• Sono presenti segni di corrosione chimica, per esempio superfici gelate all’interno del vetro

R. La miglior garanzia di volumi accurati si ottiene verificando che il vetro sia pulito. Per quanto riguarda burette e pipette, la pulizia del vetro è indicata dall’assenza di ‘perline d’acqua’ sulla superficie interna. Quando l’oggetto è pulito, la soluzione avrà l’aspetto di una pellicola sottile e ininterrotta all’interno del vetro. In genere, una breve immersione in una soluzione detergente calda è sufficiente per pulire pipette e articoli in vetro volumetrico. Evitare di tenere in immersione la vetreria per troppo tempo, perché una permanenza troppo lunga nella soluzione detergente può causare lo sviluppo di un’area ruvida sull’interfaccia vetro/aria, che potrebbe compromettere l’utilità dello strumento. Dopo una breve (due o tre minuti) immersione, l’articolo in vetro deve essere risciacquato accuratamente con acqua corrente e, infine, occorre fare tre o quattro risciacqui con acqua distillata o deionizzata. Non asciugare le superfici in vetro con asciugamani; è sufficiente lasciare l’oggetto al riparo dalla polvere. Non è necessario asciugare il vetro nell’asciugatrice da laboratorio, ma chi ne possiede una è invitato a usarla perché non solo asciugherà il vetro più velocemente, ma lo terrà al riparo dalla polvere durante il processo di asciugatura.

R. I flaconi Fisherbrand non sono classificati secondo la pressione nominale e occorre fare molta attenzione quando si applica una pressione agli articoli in vetro. Fisher Scientific non fornisce alcuna garanzia contro la rottura del vetro quando la vetreria è utilizzata sotto vuoto o sotto pressione.

R. Possono essere trattati in autoclave soltanto i prodotti in polipropilene, PTFE, PC e PMP (TPX); in base alla definizione, un ciclo di autoclave vuol dire 121 °C a 15 psi (1 bar) per 20 minuti. Durante l’autoclavaggio di flaconi, verificare sempre che i tappi siano stati allentanti. Il trattamento in autoclave con tappi serrati può provocare cedimento o deformazione. Inoltre, non sottoporre gli articoli volumetrici in plastica quali cilindri di misurazione, matracci ecc. a temperature superiori a 60 °C poiché temperature elevate possono influire sulla precisione volumetrica.

R. LDPE e HDPE hanno una temperatura di infragilimento di -100 °C e possono dunque essere utilizzati quando si congelano campioni troppo grandi per criofiale standard. Occorre fare attenzione che ci sia abbastanza spazio nel contenitore per consentire l’espansione del campione. Suggeriamo Fisher Scientific cod. cat. 11735383, 11775243 e 11957934.

R. Per applicazioni in cui la visibilità è molto importante, sono da preferire polimeri quali polistirene, PET, PMP o policarbonato. Altri polimeri quali polipropilene e polietilene sono traslucidi e in alcuni casi opachi e pertanto non sono l’ideale quando c’è questa necessità.

R. Per la compatibilità chimica specifica con polimeri particolari, fare riferimento alla tabella di compatibilità chimica a pagg. 14 e 15.

R. I detergenti non alcalini o a bassa alcalinità sono indicati per pulire la maggior parte degli articoli in plastica, per esempio Fisher Scientific cod. cat. 12701875. Si tenga presente che i prodotti in polistirene e policarbonato sono sensibili all’attacco di alcali, di conseguenza si raccomanda l’uso di un detergente neutro, per esempio Fisher Scientific cod. cat. 11502773. È inoltre importante evitare l'uso di detergenti abrasivi o spugne aggressive che possono graffiare o indebolire le superfici.

R. Il tipo corretto di setto per fiala o flacone dipende dall’applicazione. La maggior parte dei setti presenta un lato laminato con PTFE, che ha un’elevata resistenza chimica e forma una barriera inerte tra il campione e il materiale portante sottostante. I materiali portanti hanno diverse proprietà fisiche e chimiche, quali resistenza alle temperature, proprietà risigillanti, pulizia, durezza, spessore, ecc. La guida sul retro vi aiuterà a individuare i setti più adatti alla specifica applicazione.

Setti

Le condizioni specifiche della propria particolare applicazione aiutano a dettare la scelta dei migliori setti per materiali, come specificato di seguito

Per una panoramica delle più comuni combinazioni di materiale per setti sul mercato, vedere le immagini qui sotto. Si noti, tuttavia, che i colori non forniscono necessariamente un’indicazione del materiale di rivestimento.Sembra un rompicapo impossibile, ma è facile risolvere il cubo di Rubik usando gli algoritmi.